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Acércate a...

Hibernación molecular

La expresión génica depende de dos máquinas celulares fundamentales: las polimerasas de ARN para la transcripción y los ribosomas para la traducción. Ambos complejos macromoleculares se inactivan mediante homodimerización, generalmente en respuesta a cambios ambientales que reducen la expresión génica. Este fenómeno se conoce como hibernación molecular.
Por Carlos Fernández Tornero Centro Investigaciones Biológicas. CSIC. Madrid
DOI: http://dx.doi.org/10.18567/sebbmdiv_ANC.2021.11.1

En el laboratorio, las células crecen de manera sostenida si se mantienen las condiciones óptimas de nutrientes, temperatura, oxigenación, etcétera. En la naturaleza, por el contrario, se enfrentan a condiciones que amenazan su crecimiento. Ante determinadas situaciones adversas, las células entran en un estado de latencia, también conocido como estacionario o de quiescencia, en el que ocurren cambios a nivel molecular cuyo objetivo es la supervivencia. En analogía con el mundo animal, podría decirse que hibernan para atravesar de esta forma su particular invierno.

Entre los cambios que experimentan las células en respuesta a las adversidades del entorno, destacan las alteraciones en la expresión del genoma, que queda restringida a la producción de aquellas proteínas que permiten la supervivencia. De este modo, dos de los procesos centrales en la vida de la célula, que además constituyen el eje del dogma central de la biología molecular, ven severamente reducida su actividad: la transcripción y la traducción. ¿Qué ocurre entonces con las máquinas celulares encargadas de realizar estos importantes procesos celulares, es decir, las polimerasas de ARN y los ribosomas? En ambos casos, se trata de grandes complejos macromoleculares que están entre los más abundantes de la célula. Además de ser muy costosa energéticamente, la producción de nuevas polimerasas de ARN y ribosomas requiere disponer de polimerasas de ARN y ribosomas.

Fijémonos, en primer lugar, en las polimerasas de ARN (RNAP, de sus siglas en inglés), enzimas multiproteicas que sintetizan el ARN celular mediante la transcripción del genoma. Mientras que las bacterias emplean una sola RNAP para transcribir todos sus genes, los eucariotas requieren tres RNAP distintas, cada una de las cuales transcribe un grupo específico de genes. Cuando determinamos la estructura cristalográfica de la RNAP I de la levadura Saccharomyces cerevisiae, nos sorprendió observar que formaba homodímeros. Aunque más aún nos asombró comprobar que la arquitectura de estos dímeros era incompatible con la actividad transcripcional de la enzima, es decir, que representaban un estado inactivo1. Más adelante, observamos que la falta de nutrientes y otros tipos de estrés provocan la dimerización de la RNAP I en células vivas2. Esto nos condujo a proponer que la dimerización de esta máquina molecular era un modo de hibernación, pues la enzima queda inactivada sin ser degradada, a la vez que se posibilita una rápida reactivación por disociación de los dímeros3.

Recientemente, se ha demostrado que la RNAP I de Schizosaccharomyces pombe también forma dímeros inactivos con una configuración similar a la de S. cerevisiae4. Asimismo, se acaba de publicar la estructura de los homodímeros inactivos de la RNAP II de mamíferos5. Y lo que resulta más llamativo, la RNAP bacteriana, que presenta marcadas diferencias con las RNAP eucarióticas,también puede homodimerizar aunque para ello debe antes unirse a la proteína HelD, implicada en la adaptación a cambios ambientales6. Por lo tanto, es probable que, al igual que en el caso de la RNAP I de S. cerevisiae, la dimerización de estas otras RNAP tenga lugar cuando las células están sometidas a una falta de nutrientes u otras condiciones adversas. En cualquier caso, parece obvio que la inactivación de las RNAP por dimerización es un mecanismo extendido en la naturaleza.

En cuanto a los ribosomas, son enormes complejos ribonucleoproteicos que catalizan la formación del enlace peptídico entre aminoácidos transportados por los ARN de transferencia, según el código dictado por los ARN mensajeros. Están constituidos por dos subunidades de distinto tamaño y composición que, al acoplarse entre sí, forman la unidad funcional conocida como 70S en bacterias y 80S en eucariotas. Curiosamente, los ribosomas de ciertas bacterias son capaces de inactivarse por homodimerización aunque, igual que la RNAP bacteriana, necesitan factores adicionales llamados HSF y RFM para conseguirlo7,8. Además, como en el caso de las RNAP, estos factores solo actúan cuando las bacterias son sometidas a condiciones adversas como la falta de nutrientes.

Resulta fascinante que se hayan seleccionado estrategias similares para la hibernación de las máquinas celulares responsables de la transcripción y la traducción, lo que reduce la expresión génica a las proteínas esenciales para la supervivencia. Así se consigue inactivar estas maquinarias de modo que se protegen de la degradación durante situaciones adversas y, al tiempo, pueden movilizarse rápidamente cuando las condiciones vuelven a ser favorables. Esto no solo permite ahorrar energía, sino también reactivar la expresión génica de forma eficaz. Podría decirse que es equivalente a la hibernación animal, pero a nivel molecular. Un ejemplo más de cómo lo macroscópico emula lo microscópico, ¿o era al revés?

Hibernación de máquinas celulares implicadas en la expresión génica.
Referencias:
  1. Fernández-Tornero C, Moreno-Morcillo M, Rashid UJ, Taylor NM, Ruiz FM, Gruene T, Legrand P, Steuerwald U, Müller CW (2013) Crystal structure of the 14-subunit RNA polymerase I. Nature 502(7473):644-649
  2. Torreira E, Louro JA, Pazos I, González-Polo N, Gil-Carton D, Duran AG, Tosi S, Gallego O, Calvo O, Fernández-Tornero C (2017) The dynamic assembly of distinct RNA polymerase I complexes modulates rDNA transcription. eLife 6:e20832
  3. Fernández-Tornero C (2018) RNA polymerase I activation and hibernation: unique mechanisms for unique genes. Transcription 9:248- 254
  4. Heiss FB, Daiß JL, Becker P, Engel C (2021) Conserved strategies of RNA polymerase I hibernation and activation. Nat Commun 12:758
  5. Aibara S, Dienemann C, Cramer P (2021) Structure of an inactive RNA polymerase II dimer. Nucleic Acids Res. doi: 10.1093/nar/gkab783
  6. Pei HH, Hilal T, Chen ZA, Huang YH, Gao Y, Said N, Loll B, Rappsilber J, Belogurov GA, Artsimovitch I, Wahl MC (2020) The δ subunit and NTPase HelD institute a two-pronged mechanism for RNA polymerase recycling. Nat Commun 11:6418
  7. Khusainov I, Vicens Q, Ayupov R, Usachev K, Myasnikov A, Simonetti A, Validov S, Kieffer B, Yusupova G, Yusupov M, Hashem Y (2017) Structures and dynamics of hibernating ribosomes from Staphylococcus aureus mediated by intermolecular interactions of HPF. EMBO J 36:2073- 2087
  8. Beckert B, Turk M, Czech A, Berninghausen O, Beckmann R, Ignatova Z, Plitzko JM, Wilson DN (2018) Structure of a hibernating 100S ribosome reveals an inactive conformation of the ribosomal protein S1. Nat Microbiol 3:1115-1121
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Entrevista a Carlos Fernández Tornero

P.- ¿Cuándo surgió su vocación científica? ¿Le influyó alguien de forma especial?

R.- No puedo decir que hubiese un momento concreto pero sí acontecimientos que me condujeron a tomar este camino. El afán por indagar en lo desconocido lo aprendí en casa, donde la lectura, el estudio y la conversación crítica eran cotidianos desde que tengo recuerdos. Mi profesor de biología en el instituto despertó mi interés por esta disciplina, aunque su modo de enseñar un tanto aséptico no terminó de cautivarme. La primera vez que suspendí un examen fue en el primer trimestre de química de COU, lo que me llevó a tomar clases particulares con un profesor de universidad que completaba así su salario. Al final de curso había adquirido tal aprecio por la materia, que decidí hacer la carrera de química. Cuando terminé el primer ciclo de carrera, la semilla del profesor de biología había germinado y me incliné por la bioquímica para el segundo ciclo. Algunos profesores que tuve esos dos años, junto con los libros de texto y artículos de investigación que leí, terminaron de convencerme para emprender la carrera científica en bioquímica.

P.- ¿Recibió de joven algún consejo al cuál siga siendo fiel? 

R.- «Pon tu alma en lo que haces e intenta disfrutar con ello». Más que un consejo verbal, esto lo comprendí a través del ejemplo diario.

P.- ¿Podría resumirnos brevemente su trayectoria profesional? ¿La repetiría en su totalidad?

R.- Realicé el doctorado en el Centro de Investigaciones Biológicas Margarita Salas (CIB) del CSIC, bajo la dirección de Guillermo Giménez-Gallego y Antonio Romero, gracias a una beca FPU complementada con una estancia en el laboratorio del Nobel de Química Robert Huber, quien estuvo en mi tribunal de tesis junto a Margarita Salas. Durante esta etapa, adquirí formación en bioquímica y cristalografía de rayos X y, al final de mi tesis, quedé fascinado por los artículos de Roger Kornberg sobre la estructura de la ARN polimerasa II, que resultarían esenciales para otorgarle el Nobel de Química en 2006. Por eso, cuando Christoph Müller me propuso unirme a su grupo en el EMBL-Grenoble para estudiar la estructura de la ARN polimerasa III, no lo pensé demasiado. Financiado por una beca EMBO Long Term primero y después por un contrato EMBL, combiné la criomicroscopía electrónica (cryo-EM), cuya formación adquirí con Bettina Böttcher y Guy Schoehn, con la cristalografía de rayos X para estudiar complejos macromoleculares implicados en la expresión génica, incluida la ARN polimerasa III. En 2007 pasé a ser Científico en Plantilla del EMBL-Heidelberg, donde conseguimos llevar la estructura de esta enzima a resolución sub-nanométrica, el límite en aquellos años previos a la llamada revolución de la resolución en la cryo-EM. En 2009 tuve la oportunidad de comenzar un grupo de investigación en el CIB, primero como Científico Titular y más tarde como Investigador Científico del CSIC. Nuestro grupo se centra en el estudio de la estructura y la función de diversas máquinas celulares implicadas en la transcripción del genoma, la reparación del ADN y la división bacteriana. A lo largo de los años, he tenido el privilegio de trabajar en compañía de otros científicos que me han enseñado gran parte de lo que sé. También he podido colaborar con diversos grupos de investigación que me han permitido afrontar problemas que de otro modo habrían sido inalcanzables.

P.- ¿Cuáles son desde su punto de vista las características que definen a un buen investigador? ¿Qué consejo daría a los que ahora inician su carrera científica?

R.- Destacaría la creatividad para plantear nuevas ideas, junto con el tesón y el rigor para llevarlas adelante. Si a esto se une la capacidad de sobreponerse a las dificultades y la facilidad para elaborar y transmitir nuevos conceptos, tendríamos una excelente combinación.
Cuando los experimentos no funcionan, conviene leer y preguntar a alguien con más experiencia: puede que el experimento inicial no esté bien planteado o que los resultados no se estén interpretando acertadamente. También aconsejo confiar en los datos experimentales, sobre todo cuando son inesperados.

P.- ¿Podría describirnos brevemente en que consiste su línea de investigación actual y cuál es su trascendencia? ¿Cómo ve el futuro de esta área científica? 

R.- Nuestro grupo tiene como objetivo desvelar la estructura de diversas máquinas celulares para generar conocimiento sobre el mecanismo funcional de las macromoléculas y ayudar al desarrollo de aplicaciones biomédicas. Empleamos la cryo-EM y la cristalografía de rayos X para obtener información a resolución atómica, que combinamos con estudios bioquímicos y biofísicos. Esta metodología integradora se aplica al estudio de procesos celulares esenciales como la transcripción del genoma, la reparación del ADN y la división bacteriana, que describo a continuación.

Las polimerasas de ARN sintetizan el ARN celular usando las regiones codificantes del ADN como molde. Estudiamos la homodimerización de estas máquinas celulares y su influencia en la expresión génica, en respuesta a condiciones adversas como la falta de nutrientes. También investigamos el papel de las polimerasas de ARN en otros procesos celulares como la detección de lesiones de ADN. Además, nos interesa caracterizar el modo en que se coordinan los factores de reparación del ADN para eliminar lesiones severas, como las producidas por la luz ultravioleta o algunos tratamientos de quimioterapia. Nuestros estudios permitirán establecer la base molecular de trastornos genéticos asociados al mal funcionamiento de dichos factores. En cuanto a la división bacteriana, la enzima FtsZ juega un papel central, por lo que su inhibición se considera una estrategia adecuada para frenar las infecciones bacterianas. Por un lado, estudiamos la estructura de FtsZ del patógeno Staphylococcus aureus en complejo con nuevos inhibidores, lo que puede servir de base para la obtención de nuevos antibióticos. También nos interesa desvelar el mecanismo catalítico de la enzima, lo que contribuirá a la búsqueda de nuevas estrategias para su inhibición.

P.- ¿Cuál es el avance científico que más le ha impresionado? ¿Cuál ha sido su mayor sorpresa en el área de investigación en que trabaja?

R.- Siento predilección por la idea fundadora del dogma central de la biología molecular. Por una parte, por su sencillez, cuando dice que la información genética fluye desde el ADN hasta el ARN y de este, eventualmente, hasta las proteínas. Por otro, por su plasticidad para adaptar los diversos resultados experimentales (transcripción inversa, ribozimas, epigenética, ayuste alternativo de ARN…) que, con el paso del tiempo, han ido matizando el enunciado original. Nada más sencillo y nada más complejo.

En cuanto al campo de la biología estructural, la reciente aplicación de los detectores directos de electrones a la cryo-EM ha supuesto un avance considerable. Esto ha permitido estudiar máquinas celulares de enorme complejidad y dinamismo a una resolución que, hasta hace una década, solo era accesible mediante la cristalografía de rayos X. Pero quizás más sorprendente ha sido el desarrollo de Alphafold2, un algoritmo de inteligencia artificial capaz de predecir la estructura tridimensional de las proteínas con precisión atómica. Es decir, conocida la secuencia de una proteína, se puede deducir su plegamiento sin necesidad de aplicar técnicas experimentales. Este singular avance permitirá que los estudios de biología estructural pongan el foco en el análisis de complejos macromoleculares, interacciones débiles o transitorias, dinámica conformacional, unión a ligandos… Además, es esperable que acelere el descubrimiento de nuevos fármacos y las aplicaciones biotecnológicas.

Perfil de Carlos Fernández Tornero

Carlos Fernández Tornero (Jaén, 1974) es licenciado en Bioquímica por la Universidad de Granada (1997, premio nacional) y doctor por la Universidad Autónoma de Madrid (2002, premio Juan Abelló Pascual I). Desarrolló la tesis doctoral en el CIB-CSIC, donde desveló la estructura de un dominio compartido por una familia de factores de virulencia del neumococo (NSMB, 2001). Durante el postdoctorado en el EMBL-Grenoble (2002-2007) y como científico en plantilla en el EMBL-Heidelberg (2007-2009) estudió la estructura de diversos complejos macromoleculares implicados en la expresión génica (Mol. Cell, 2006; Mol. Cell, 2007; EMBO J., 2010). El grupo que dirige desde 2009 en el CIB-CSIC aplica la biología estructural combinada con estudios funcionales para caracterizar la transcripción de los genes de ARN ribosómico (Nature, 2013; eLife, 2017), el bloqueo de la transcripción por las lesiones de ADN (PNAS, 2018) y los mecanismos para la reparación de dichas lesiones (NAR, 2020).